آمار
| تعداد نشریات | 45 |
| تعداد شماره‌ها | 1,414 |
| تعداد مقالات | 17,370 |
| تعداد مشاهده مقاله | 56,013,956 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 18,234,557 |
بررسی اثرات سطوح مختلف ویتامین E و نانوسلنیوم بر فراسنجه‌های کیفی اسپرم خروس نژاد لگهورن طی نگهداری در دمای C◦4 | ||
| پژوهش های علوم دامی (دانش کشاورزی) | ||
| مقاله 8، دوره 26، شماره 4، اسفند 1395، صفحه 59-70 اصل مقاله (1.09 M) | ||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
| نویسندگان | ||
| سروش صفا1؛ غلامعلی مقدم* 2؛ رضی‌الله جعفری جوزانی3؛ حسین دقیق‌کیا2؛ حسین جانمحمدی2؛ ذبیح اله نعمتی4 | ||
| 11 دانشجوی دکتری گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز | ||
| 22 استاد گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز | ||
| 33 دانشیار گروه علوم درمانگاهی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تبریز | ||
| 44 استادیار گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی اهر، دانشگاه تبریز | ||
| چکیده | ||
| زمینه مطالعاتی: استفاده از آنتی اکسیدانها سبب کاهش آسیبهای وارده به سلول اسپرم طی سرد سازی میشود. هدف: این پژوهش به منظور افزایش خصوصیات کیفی منی خروس توسط ویتامین E و نانوسلنیوم طی فرآیند سردسازی در دمای 4 درجه سانتیگراد انجام پذیرفت. روش کار: منی جمعآوری شده از 20 خروس نژاد لگهورن سفید، با رقیق کنندهی بدون آنتی اکسیدان (شاهد) و یا دارای 5 (E5) و10 (E10) میکروگرم ویتامین E در هر میلیلیتر، یا 5/0 % (NS0.5)، 1 % (NS1) و 2 % (NS2) نانوسلنیوم رقیق شده و در دمای C◦4 در یخچال قرار گرفتند. خصوصیات کیفی اسپرمها شامل زندهمانی، درصد تحرک کل و پیشرونده، سلامت غشای پلاسمایی، درصد اسپرمهای ناهنجار در زمانهای صفر، 24، 48 و72 ساعت طی فرآیند سردسازی و میزان مالون دیآلدهید در پایان آزمایش مورد بررسی قرار گرفتند. نتایج: درصد زندهمانی، تحرک کل و پیشرونده و همچنین سلامت غشای سیتوپلاسمی اسپرمها در اثر گذر زمان کاهش معنیداری داشت (05/0P<). همچنین درصد اسپرمهای ناهنجار در طی آزمایش روند افزایشی داشته است (05/0P<). با این وجود افزودن سطوح مختلف ویتامین E و نانوسلنیوم موجب افزایش درصد زندهمانی، درصد اسپرمهای با جنبایی پیشرونده و غشای پلاسمایی سالم در زمانهای 24، 48 و 72 ساعت نسبت به تیمارشاهد شده است (05/0P<). همچنین درصد اسپرمهای متحرک در زمان 48 ساعت در تیمارهای E5و E10 ( به ترتیب 91/67 % و 84/69 %) ودر زمان 72 ساعت در تیمار E10(73/56 %) نسبت به سایر تیمارها افزایش معنیداری داشته است (05/0P<). درصد اسپرمهای ناهنجار در زمان 24 ساعت در تیمار E10(12%) و در زمان 72 ساعت در تیمارهای E5(92/17) و E10(99/17) کمتر از سایر تیمارها بود (05/0 P<). همچنین تیمار NS2در زمان 72 ساعت بیشترین درصد اسپرمهای ناهنجار (53/21%) را نسبت به سایر تیمارها دارا بود (05/0 P<). میزان پراکسیداسیون لیپیدها (nmol/ml) نیز در تیمارهای E5(04/3)، E10(34/3)، NS0.5(24/3) و NS1(30/3) کمتر از گروه شاهد (41/4) بود (05/0P<). نتیجهگیری نهایی: نتایج نشان دادند که افزودن سطوح ویتامین E (µg/ml 5 و 10) و نانوسلنیوم (5/0 و 1 درصد) موجب بهبود کیفیت و کاهش آسیبهای اکسیداتیو اسپرم در طی سردسازی نسبت به گروه شاهد میشود. | ||
| کلیدواژه‌ها | ||
| آنتی‌اکسیدان؛ تنش اکسیداتیو؛ ویتامین E؛ نانوسلنیوم؛ اسپرم خروس | ||
| مراجع | ||
|
شهبازی م، محیط ا، محمدی م، 1390. اثر سطوح مختلف ویتامینهای E و C بر کیفیت اسپرم رقیق شده قوچ تالشی در ذخیره سازی در دمای 5 درجه سانتیگراد. مجله تحقیقات دامپزشکی، دوره 66، شماره 2،164-161. غضنفرپور ح، طالبی ا، قاسمی ف، حقیقت جهرمی م، 1393. تأثیر آنتی اکسیدانی نانو ذرات سلنیوم بر پارامترهای اسپرمی بیضهی موشهای جوان و مسن. مجله دانشگاه علوم پزشکی فسا. جلد4، شماره 1، 119-111. Akhlaghi A, Jafari Ahangari Y, Zhandi M and PeeblesED, 2014. Reproductive performance, semen quality, and fatty acid profile of spermatozoa in senescent broiler breeder roosters as enhanced by the long-term feeding of dried apple pomace. Anim Reprod Sci 147: 64–73. Ahsan U, Kamran Z, Raza I, Ahmad S, Babar W, Riaz M H, and Iqbal Z, 2014. Role of selenium in male reproduction—A review. Animal Reproduction Science. 146 (1-2): 55–62. Amini MR, Kohram H, Zare Shahaneh A, Zhandi M,Sharideh H, Nabi MM. 2015. The effects of different levels of vitamin E and vitamin C in modified Beltsville extender on rooster post-thawed sperm quality. Cell Tissue Bank. DOI 10.1007/s10561-015-9506-9 Blesbois E, Grasseau I and Blum JC, 1993. Effects of Vitamin E on fowl semen storage at 4°C. Theriogenology 39: 771-779. Blesbois E, LessireM, GrasseauI, HallouisJM and Hermier D, 1997. Effect of dietary fat on the fatty acid composition and fertilizing ability of fowl semen. Biol Reprod 56: 1216-1220. Blesbois E, 2011. Freezing avian semen. Avian biology research, 4(2): 52–58. DOI: 10.3184/175815511X13069413108523. Breque C, Surai P and Brillard JP. 2003. Roles of antioxidants on prolonged storage avian spermatozoa in vivo and in vitro. Mol. Reprod. Dev. 66: 314–323. Bucak MN, Sariözkan S, Tuncer PB, Sakin F, Ateşşahin A, Kulaksiz R and Ҫevik M, 2010. The effect of antioxidants on post-thawed Angora goat (Capra hircus ancryrensis) sperm parameters, lipid peroxidation and antioxidant activities. Small Rumin Res 89: 24-30. Burrows WH and Quinn JP, 1937. The collection of spermatozoa from the domestic fowl and Turkey. Poult Sci 16: 19–24. Cerolini S, Pizzi F, Gliozzi T, Maldjian A, Zaniboni L and Parodi L, 2003. Lipid manipulation of chicken semen by dietary means and its relation to fertility: a review. World’s Poult Sci J 59: 65–76. Donoghue AM and Wishart GJ, 2000. Storage of poultry semen. Animal reproduction science 62(1): 213-232.Edens FW and SeftonAE, 2009. Sel-Plex® Improves Spermatozoa Morphology in Broiler Breeder Males. International Journal of Poultry Science 8: 853-861.
Eid Y, Ebeid T and Younis H, 2006. Vitamin E supplementation reduces dexamethasone-induced oxidative stress in chicken semen. British Poultry Science, 47(3): 350-356. DOI: 10.1080/00071660600753912.
Esterbauer H and Cheeseman KH, 1990. Determination of aldehydic lipid peroxidation products: malonaldehyde and 4-hydroxynonenal. Methods Enzymol 186: 407–421.
Evans G and Maxwell WMC, 1987. Handling and examination semen. In: Maxwell WMC, editor. Salamon’s artificial insemination of sheep and goat. Sydney: Butterworths, PP: 93–106. Hammerstedt RH, Graham JK, and Nolan JP, 1990. Cryopreservation of mammalian sperm: what we ask them to survive. J Androl 11:73–88.
Hashem NM, Abd El-Hady A and Hassan O, 2013. Effect of vitamin E or propolis supplementation on semen quality, oxidative status and hemato-biochemical changes of rabbit bucks during hot season. Livestock Science 157: 520–526.
Kamran D, Alavi-Shoushtari SM and Mokarizadeh A, 2012. Effects of in vitro selenium addition to the semen extender on the spermatozoa characteristics before and after freezing in water buffaloes (Bubalus bubalis). Veterinary Research Forum 3:263-268.
Kaushal N and Bansal MP, 2009. Diminished reproductive potential of male mice in response to selenium-induced oxidative stress: involvement of HSP70, HSP70-2, and MSJ1. J Biochem Mol Toxicol 23:125–136.
Kumar S, 2003. Management of infertility due to mineral deficiency in dairy animals. In: Proceedings of ICAR summer school on “Advance diagnostic techniques and therapeutic approaches to metabolic and deficiency diseases in dairy animals”, IVRI, Izatnagar, UP, pp. 128–137.Mahfouz R, Sharma R, Thiyagarajan A, Kale V, Gupta S, Sabanegh E, and Agarwal A, 2010. Semen characteristics and sperm DNA fragmentation in infertile men with low and high levels of seminal reactive oxygen species. Fertil. Steril 94 (6): 2141–2146.
Mirzaei Rad H, Eslami M and GhanieA, 2015. Palmitoleate enhances quality of rooster semen during chilled storage. Animal Reproduction Science. 165: 38–45.
Ommati MM, Zamiri MJ, Akhlaghi A, Atashi H, Jafarzadeh MR, Rezvani MR, and Saemi F, 2013. Seminal characteristics, sperm fatty acids, and blood biochemical attributes in breeder roosters orally administered with sage (Salvia officinalis) extract. Anim Prod Sci 53:548–554.
Parthasarathy S, Santanam N, Ramachaandra S and Meilhac O, 1999. Oxidants and antioxidants in atherogenesis: an appraisal. J Lipid Res 40:2143- 2157.
Peng D, Zhang J, Liu Q and Taylor EW, 2007. Size efect of elemental selenium nanoparticles (nano-Se) at supranutritional levels on selenium accumulation and glutathione S-transferase activity. J. Inorg. Biochem, 101: 1457–1463.
Rezvanfar M Amin, Rezvanfar M Ali, Shahverdi AR, Ahmadi A, Baeeri M, Mohammadirad A and Abdollahi M, 2013. Protection of cisplatin-induced spermatotoxicity, DNA damage and chromatin abnormality by selenium nano-particles. Toxicology and Applied Pharmacology 266: 356–365.
Sanocka D and Kurpisz M, 2004. Reactive oxygen species and sperm cells. Reprod. Biol. Endocrinol 2: 12–18.
Shahverdi A, Sharafi M, Gourabi H, Amiri Yekta A, Esmaeili V, Sharbatoghli M, Janzamin E, Hajnasrollahi M, Mostafayi F, 2014. Fertility and Flow Cytometric Evaluations of Frozen-thawed Rooster Semen in Cryopreservation Medium containing Low Density Lipoprotein. Theriogenology 83 (1): 78-85.
Shi L, Zhao H, Ren Y, Yao X, Song R and Yue W, 2014. Effects of different levels of dietary selenium on the proliferation of spermatogonial stem cells and antioxidant status in testis of roosters.Animal Reproduction Science 149: 266–272.
Surai PF, Cerolini S, Wishart GJ, Spake BK, Noble RC and SparksNHC, 1998. Lipid and antioxidant composition of chicken semen and its susceptibility to peroxidation. Poult. Avian Biol. Rev 9(1): 11-23.
Schafer S and Holzmann A, 2000. The use of transmigration and spermatic stain toevaluate epididymal cat spermatozoa. Animal Reproduction Science 59: 201–211. Tarze A, Dauplais M, Grigoras I, Lazard M, Ha-Duong NT, Barbier F, Blanquet S and Plateau P. 2007. Extracellular production of hydrogen selenide accounts for thiolassisted toxicity of selenite against Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem 282: 8759–8767.
Wang HL, Zhang S, and Yu HQ, 2007. Elemental selenium at nano size possesses lower toxicity without compromising the fundamental effect on selenoenzymes: comparison with selenomethionine in mice. Free Radic Bio. Med 42, 1524–1533. | ||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,150 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 2,169 |
||